为什么要用甲醛交联？
甲醛交联是 ChIP 实验非常关键的一个步骤。因为甲醛交联能更好的保存蛋白与 DNA 的相互作用，除了用于检测组蛋白修饰分布的 Native ChIP 以外，其他的 ChIP 基本上都需要用甲醛交联。
交联注意事项：
1.甲醛交联用到的甲醛浓度和交联时间都是有严格要求的。一般的甲醛交联都选用 1% 的甲醛浓度，室温固定 10～15 分钟。时间太短的话，交联反应进行的不彻底，很多蛋白与 DNA 的结合不是很牢固，交联时间太长的话，会导致后续超声非常困难，而增加超声时间或功率会破坏目的蛋白本身的结构，进而导致 ChIP 结果不理想。
2.在甲醛交联之前，细胞需要尽可能少被人为处理。如果条件允许的话，直接将甲醛加入培养基或将细胞培养基吸弃并换成含有 1% 甲醛的 PBS 交联会比胰酶消化细胞以后再交联更好一些。
3.甲醛交联反应结束之后，需要马上加入相对甲醛过量的甘氨酸（一般甘氨酸终浓度为 125 mM）与甲醛反应，终止交联反应。
4.终止交联之后，样本需要经过 PBS 清洗（如果细胞数量比较少的话，可以在 PBS 里加入 0.1%～0.5% NP-40，这样细胞在转移时不会粘在管壁或培养皿上），细胞沉淀可以直接用液氮速冻，然后置于 -80 摄氏度长期保存。
5.细胞交联之前确保细胞生长状态，细胞的生长状态要好。因为细胞的生长状态直接影响细胞内部的基因表达调控网络，也很有可能影响所研究的TF与其靶Promoter的结合。一般而言，细胞密度长到75％－80％比较好。
6.组织的交联相比细胞交联要复杂一些。虽然甲醛可以很容易的透过细胞，但是大的组织块还是不太容易交联的很均一，所以大的组织块交联之前需要切成小块。一般建议用两个刀片将组织块切成 1～3 mm3 大小。组织的交联时间一般可以延长到 15 min，这样能保证组织的充分交联。
7.抗体的选择一定慎重！单抗与多抗的选择也需要仔细考虑。单抗和多抗两种抗体各有利弊。单抗特异性强，背景低。但是单抗有一个弱点，就是识别位点单一，而在ChIP甲醛交联的过程中，很有可能该位点被其它蛋白或核酸结合而被封闭，导致单抗不能识别靶蛋白。多抗虽然没有这个问题，但是多抗特异性较差，背景可能会偏高。
8.操作时，尽可能的保持低温（4度）。沉淀的时候可以先在4度放置一会，等它自然沉降一些，再超低转速（500 rpm等）离心使其完全沉降。虽然说明书上说ChIP实验的过程中有几个可以停顿的地方，但最好还是能够连续把它做完，直到PCR结果出来为止，尽量避免实验中不可预知的影响因素。
